Mechanobiologie

Die Sektion Mechanobiologie untersucht Signalprozesse, welche durch die allgegenwärtigen und sich ständig ändernden mechanischen Kräfte im Herzen beeinflusst werden. Diese Signalwege wiederum treiben vielseitige physiologische Prozesse, und aktivieren Warnsignale, die es Zellen im Krankheitsfall ermöglichen, überlebenswichtige Funktionen zu aktivieren. Die Abteilung beschäftigt sich vorangig mit der Frage, wie Zellen mechanische Stimuli wahrnehmen und Zellfunktionen an mechanische Veränderungen anpassen. Da die molekularen Mechanismen der Zellantworten noch ungenügend verstanden sind, untersuchen wir mechanisch modulierte Ionenkanäle (sogenannte „stretch-activated channels“ SACs), welche eine entscheidene Rolle bei der mechanisch-elektrischen Rückkopplung („mechano-electric feedback“) im Herzen spielen.

Molekulare Identifizierung und funktionale Charakterisierung mechano-sensitiver Kanäle

Um molekulare Grundlagen kardiovaskulärer Mechanosensoren aufzuklären, kombinieren wir die Patch-Clamp-Technik mit Verfahren zur: - akuten mechanischen Stimulierung von kleinen Zellmembranarealen, z.B. mit schneller Druckanpassung („high-speed pressure clamp“) - chronischen mechanischen Stimulierung, z.B. mit dem Flexcell® System, um zelluläre Veränderungen normaler und pathologisch veränderter kardiovaskulärer Funktion zu simulieren. Mithilfe von genetischen und pharmakologischen Methoden untersuchen wir darüber hinaus die Rolle von einzelnen SACs in Herzmuskelzellen, Bindegewebe und Herzklappenendothel.

Abb. 1: Glasskapillaren zur Messung von Ionenkanalaktivität an Plasmamembranen. Die Patch-Clamp-Technik ist eine der wenigen Methoden, welche eine direkte Beobachtung von Konformationsänderungen einzelner Proteine in Echtzeit erlaubt.

Axiale und radiale Kräfte in isolierten Cardiomyozyten

Durch Kombination unserer Carbonfaser-Technik (siehe 4D Imaging Seite) mit Rasterkraftmikroskopie („atomic force microscopy“- AFM), siehe Abb.2 (Quelle: AFM Workshop), können wir axial und radial wirkende Kräfte an einzelnen Kardiomyozyten in verschiedenen mechanischen Zuständen messen. Wir nutzen diese Methode, um direkte Effekte mechanischer Einwirkungen auf das Zellverhalten zu untersuchen. Gleichzeitige Fluoreszenz- und Patch-Clamp-Messungen ermöglichen die Analyse der zugrundeliegenden Ionenbewegungen.

Abb. 2: Eine ventrikuläre Herzmuskelzelle, welche von zwei Carbonfasern (CF, rechte Bildseite) gedehnt wird, während der sogenannte „Cantilever“ des Rasterkraftmikroskops (links) die Zelle abtastet. CF ermöglichen es axiale Kraftentwicklung zu kontrollieren und zu messen, während der AFM-Cantilever radiale Kräfte aufzeichnet. In diesen Studien werden Zellen extern stimuliert und mit physiologischen Messlösungen perfundiert. (Quelle: AFM Workshop)

Auf lange Sicht möchten wir die Verteilung der mechanischen Kräfte im Zytoskelett und entlang der Plasmamembran verstehen. Dafür werden wir fluoreszente Reporter verwenden, die empfindlich sind für Proteinspannung und Membrankrümmung, so dass wir zelluläre Antworten auf externe mechanische Stimuli besser verstehen, und ultimativ beeinflussen, können.

Weiterführende Literatur